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本试剂盒是在植物RNA提取试剂盒(无氯仿)基础上改进得产品，它整合了柱式原位DNase的消化步骤，用于去除植物基因组DNA污染，提取的RNA通过PCR验证不含基因组DNA污染。提取得到的RNA可直接用于RT-PCR、RT-LAMP、Northern杂交、cDNA合成等实验。

• 免酚和氯仿处理，操作安全可靠。
  
• 操作简单快速，处理一个样品只需要约十几分钟。
  
• 所得RNA的OD260/280一般都在2.0左右。
  
• 能够有效去除多糖、多酚和基因组DNA的污染。
  
• 所提取RNA不含基因组DNA污染（电泳及PCR均检测不到）。
  
• 本试剂盒不能用于miRNA的纯化。

• 估算组织细胞的用量。每次微量提取一般需要100～200mg植物叶片、或50～100mg植物种子、或200～500mg植物果实。
  
• 样品破碎：
  
  • 匀浆法：先将新鲜植物组织剪切成小块，放入10～15mL塑料离心管中，加入1mL无酚无氯仿植物RNA提取溶液A，然后用匀浆器匀浆5～20秒。匀浆时会产生泡沫，但不影响提取效果。
    
  • 液氮研磨法（适用于复杂，易降解样品）：取适量新鲜植物组织放入含液氮的研钵中，迅速将组织研磨成粉末后，将粉末转移到合适的塑料离心管中，加入1mL无酚无氯仿植物RNA提取溶液A，立即剧烈振荡20秒，充分混匀。
• 将匀浆物或研磨物转移至干净的1.5mL塑料离心管中(可以不必转移非液体的细胞碎片)。有的植物组织（比如果实）含有大量水份，匀浆液会多于1mL，转移时也只取1mL。
  
• 室温14000g离心3～5分钟，管底沉淀为细胞破碎物。
  
• 将上清液(约0.6mL)转移到另一干净的1.5mL塑料离心管中。
  
• 加入等体积的无酚无氯仿植物RNA提取溶液B，充分颠倒混匀。如果有沉淀产生（对某些植物，属于正常现象），千万不要去掉沉淀，一定要把所有的混合物上柱。
  
• 将一半的溶液（如果有沉淀，则先混匀）转移到离心吸附柱中，14000g室温离心半分钟，弃穿透液。
  
• 将剩下的一半溶液（如果有沉淀，则先混匀）转移到同一离心吸附柱中，14000g室温离心半分钟，弃穿透液。
  
• 加0.7mL通用洗柱液，室温离心半分钟，弃穿透液。再加0.3mL通用洗柱液，室温离心半分钟，弃穿透液。一般样品如此洗涤两次即可，但如果在第7步加入无酚无氯仿植物RNA提取溶液B后有沉淀产生，则需要洗三次，每次加入的通用洗涤液的量分别为0.4、0.3和0.3mL。
  
• 12000rpm室温离心10秒以便去除残留液体。此步很重要，否则残留的通用洗柱液会抑制后续反应中DNase的活性。
  
• 将2μL(10U)的RNase-free DNase加入到50μL 37℃预热的DNA膜反应液中，吹打混匀配制成DNase工作液。
  
• 将DNase工作液在37℃预热1分钟，然后全部加入到离心吸附柱中，室温放置5分钟。
  
  • 5分钟一般足够降解大多数情况下的DNA污染。如果DNA没有彻底降解（可能由于样品中残留的杂质抑制了DNase的活性），此步的保温时间可以适当延长到10分钟或15分钟。
• 直接在离心吸附柱中加0.7mL通用洗柱液，盖上盖后颠倒数次混匀。
  12000rpm室温离心半分钟，弃穿透液。
  
• 再加0.3mL通用洗柱液到离心吸附柱中，12000rpm室温离心半分钟，弃穿透液。
  
• 12000rpm室温离心半分钟。此步十分重要，否则残留的乙醇（通用洗柱液中的成分）会影响RNA的使用。
  
• 将离心吸附柱转移到RNase-free收集管中，加入30～50μL RNA洗脱液，室温放置1～2分钟。
  
• 13000～15000g室温离心半分钟，离心管中溶液即为RNA样品，可以立即使用或存放于-80℃待用。

• RNA完整性的电泳检测：如果需要做Northern杂交，强烈建议用户使用甲醛变性胶进行RNA电泳，因为非变性胶不能分离所有的RNA分子。
  
• RNA产量产率测定：将5～10μL RNA溶于TE缓冲液中(pH7.5～8.2之间)检测其在OD260的光吸收。通过光吸收可以得出RNA浓度（1OD260的RNA=40μg/mL），进而计算出RNA的产量（浓度X体积)和产率(RNA产量/组织用量)。
  
• RNA纯度测定：无污染的总RNA的OD260/OD280一般在1.8～2.1之间(具体数值与其碱基组成和溶液成分等多种因素有关)，高于此范围则分别表示样品可能有蛋白质污染，但一般不影响RT-PCR等反应。