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糖原D-PAS染色液的特点在于糖原PAS染色之前经淀粉酶处理，糖原消化时需要两张相同的切片，脱蜡后一张切片用含有淀粉酶的适当缓冲液处理，另一张仅用缓冲液处理，然后两张切片均用PAS法染色，消化后染色消失表明存在糖原。

糖原染色是病理学中常规的染色方法之一，McManus在1946年最先使用高碘酸-雪夫技术显示黏蛋白，该法常用来显示糖原和其他多糖，该染色试剂盒不仅能够显示糖原，还能显示中性黏液性物质和某些酸性物质以及软骨、垂体、霉菌、真菌、色素、淀粉样物质、基底膜等。过碘酸(又称高碘酸)是一种强氧化剂，它能氧化糖类及有关物质中的1，2-乙二醇基，使之变为二醛，醛与Schiff试剂能结合成一种品红化合物，产生紫红色，由于高碘酸还可氧化细胞内其他物质，使用时应注意选择好高碘酸浓度和氧化时间，使氧化控制在既能把乙二醇基氧化成醛基又不至于过氧化，这是很关键的步骤。PAS技术是唯一可检测不同种类的黏液物质(如糖原、黏蛋白和糖蛋白)的方法，但PAS技术却不能区别黏蛋白和糖原。若要准确鉴别黏液物质(如黏蛋白或糖原)，需加入糖原消化步骤。大多数情况下可用α–淀粉酶或麦芽淀粉酶来催化糖原的糖苷键水解，形成水溶性的双糖-麦芽糖，在应用PAS技术之前将糖原从组织切片上除去，人类的唾液被认为是消化糖原的一种有效手段，但是出于安全以及缺乏标准唾液的考虑，不主张应用唾液。

• 切片脱蜡应尽量干净，否则影响染色效果，需使用一张阳性对照片验证酶的活性。
  
• 过碘酸氧化时间不宜过久，氧化时温度以18～22℃最佳。
  
• 淀粉酶溶液、过碘酸溶液、Schiff Reagent应置于4℃密闭保存，使用时避免接触过多的阳光和空气，使用前最好提前取出恢复到在室温后，避光暗处使用。
  
• 酸性乙醇分化液应经常更换新液，其分化时间应该依据切片厚薄、组织的类别和酸性乙醇分化液的新旧而定，另外分化后自来水冲洗时间应该足够。
  
• 在过碘酸溶液和Schiff Reagent中作用时间非常重要，该依据切片厚薄、组织类别等决定。
  
• 冷冻切片染色时间尽量要短。
  
• 为了您的安全和健康，请穿实验服并戴一次性手套操作。
  
• 试剂开封后请尽快使用，以防影响后续实验效果。

• 两张相同切片，二甲苯或脱蜡透明液脱蜡，梯度乙醇入水。
  
• 一张切片入37℃淀粉酶溶液处理1h；另一张不用淀粉酶溶液处理，入水中1h作为对照。
  
• 流水冲洗两张切片各5～10min。
  
• 入过碘酸溶液室温放置5～8min，一般不宜超过10min。
  
• 自来水冲洗1次，再用蒸馏水浸洗2次。
  
• 入Schiff Reagent，置于室温阴暗处浸染10～20min，自来水冲洗10min。
  
• 入Mayer苏木素染色液，染细胞核1～2min。
  
• (可选)酸性乙醇分化液分化2～5s。
  
• 自来水冲洗10～15min，更换蒸馏水清洗使其返蓝。
  
• 二甲苯或脱蜡透明液透明，中性树胶封固。