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本试剂盒可从不超过25mg新鲜或冷冻的动物组织（比如鼠尾、鼠趾、肝脏等）、血液、细胞中快速提取基因组DNA。试剂盒采用优化的缓冲体系，使裂解液中的DNA高效特异地结合到硅基质吸附柱上。提取过程无需使用苯酚或氯仿等有毒溶剂，得到的DNA浓度和纯度高，可直接用于酶切、PCR、文库构建、Southern Blot、分子标记等下游实验。

• DNA质量高：提取的DNA浓度和纯度较高，适用于对浓度、纯度和完整性要求较高的下游实验。
  
• 安全低毒：无需酚、氯仿等有毒试剂。

本试剂盒适用于冷冻或新鲜动物组织样本、新鲜血液、细胞样本的基因组DNA提取。

• 第一次使用前，按瓶上标签要求在Buffer GW1和Buffer GW2中分别加入17mL和60mL无水乙醇。
  
• 使用前请检查Buffer GA1和Buffer GA2是否出现沉淀，如有请于37℃水浴溶解后使用。
  
• 若下游实验受RNA影响较大，可在步骤2结束后按照要求加入RNase A。
  
• 为保证基因组DNA得率及完整性，样品请勿反复冻融。
  
• 所有离心操作均在室温下进行。

• 血液及细胞样本：
  
  1. 样本处理
     
     • 哺乳动物抗凝血液（无核红细胞）：直接向50～200μL新鲜或冷冻的抗凝血液样品中加入Buffer GA1补足至200μL。
       
     • 禽类，鸟类，两栖类或更低级生物的抗凝血液：其红细胞为有核细胞，取5～20μL新鲜或冷冻的抗凝血液样品，加入Buffer GA1补足至200μL。
       
     • 贴壁培养的细胞：应先处理为细胞悬液（最大提取量为5×10⁶个细胞），10000rpm（~11200×g）离心1min，弃尽上清，加200μL Buffer GA1，振荡至样品彻底悬浮。
     如需去除RNA，可在上述步骤完成后，加入4μL浓度为100mg/mL的RNase A溶液，涡旋15s，室温放置5min。
  2. 加入20μL Proteinase K溶液，混匀后加入200μL Buffer GA2，涡旋振荡充分混匀，70℃水浴10min。
     
  3. 短暂离心以去除管盖内壁的水珠。加入200μL无水乙醇，涡旋振荡充分混匀，短暂离心，进入步骤4过柱纯化。
• 动物组织样本：
  
  1. 样本处理：正确的组织取样量是获得理想产量和纯度的关键。初次使用时，推荐动物组织量为10～15mg，根据实验过程及结果再调整用量。样品可用液氮研磨，或机械/玻璃匀浆器等工具进行匀浆。
     

     组织类型	推荐用量
     普通动物组织	≤25mg
     肝、脾、肾等内脏组织	≤10mg
     鼠尾	一段0.4～0.6cm大鼠鼠尾/两段0.4～0.6cm小鼠鼠尾

     • 针对普通动物组织、内脏组织等易于研磨的样本：
       
       • 液氮研磨：将研磨后的样品置于1.5mL离心管中，加入200μL Buffer GA1。
         
       • 匀浆器匀浆：匀浆前向样本中加入≤80μL Buffer GA1进行匀浆，匀浆后再加入120μL Buffer GA1。
     • 针对鼠尾等含较硬组织的样本(过夜消化6～8h)：将组织样品直接置于1.5mL离心管中，加入200μL Buffer GA1。
       
       确保各组织的量不超出推荐范围。样品量过多可能导致裂解不充分，导致裂解液粘稠堵塞吸附柱，可能造成提取失败或得率低。
  2. 加入20μL蛋白酶K(20mg/mL)，涡旋振荡彻底混匀。普通动物组织56℃水浴充分裂解1～3h（鼠尾等较硬样本需过夜消化6～8h），期间可数次颠倒或振荡使样品分散。如需去除RNA，可在此步骤完成后，加入4μL浓度为100mg/mL的RNase A溶液，涡旋振荡15s，室温放置5～10min。
     
     若涡旋振荡或孵育后仍有胶状物，可再次加入20μL蛋白酶K后孵育或延长孵育时间。
     
     
  3. 加入200μL Buffer GA2，涡旋振荡充分混匀，70℃水浴10min。短暂离心后加入200μL无水乙醇，立即涡旋振荡充分混匀（此步骤可能会产生白色沉淀，不影响后续实验，某些组织如脾、肺，可能形成溶胶状产物，此时推荐进行剧烈振荡或涡旋处理），进入步骤4过柱纯化。

4. 短暂离心，将步骤3所得溶液和絮状沉淀全部加入吸附柱中（吸附柱放入收集管中），12000rpm(~13400×g)离心30s，倒掉收集管中废液，将吸附柱重新放回收集管中，若一次不能加完溶液，可分多次转入。
   
5. 向吸附柱中加入500μL Buffer GW1（使用前检查是否已加入无水乙醇），12000rpm离心30s，倒掉收集管中废液，将吸附柱重新放回收集管中。
   
6. 向吸附柱中加入600μL Buffer GW2（使用前检查是否已加入无水乙醇），12000rpm离心30s，倒掉收集管中废液，将吸附柱重新放回收集管中。
   
7. 重复步骤6。
   
8. 12000rpm离心2min，开盖室温晾干数分钟。
   
   此步为去除残余漂洗液，不可省略。
9. 将吸附柱置于新的离心管（自备）中，向吸附膜中间部位悬空滴加50～200μL Buffer TE或ddH2O，室温放置2～5min，12000rpm离心2min，收集DNA溶液，-20℃保存DNA。
   
   • 若需增加产量，可将得到的溶液重新加入到吸附柱中，室温放置2～5min，12000rpm离心2min。
     
   • 如果下游实验对pH值或EDTA敏感，可以用灭菌水洗脱。洗脱液的pH值对洗脱效率有较大影响，若用水作洗脱液应保证其pH值在7.0～8.5（可以用NaOH将水的pH值调到此范围），如需长期保存，推荐用Buffer TE洗脱并于-20℃保存。

• 柱子堵塞？
  
  • 样品用量过多。建议按照说明书推荐量进行提取，尤其是富含DNA的组织需注意减少用量。
    
  • 样品未充分裂解或研磨。充分裂解或研磨样品，鼠尾组织建议过夜消化。
    
  • 离心温度过低。本制品使用操作均在室温下进行。
• DNA得率低？
  
  • 样品裂解不充分。若样品过量则适当减少样品量，延长56℃孵育时间，或在步骤2中再加入20μL蛋白酶K（20mg/mL）消化。
    
  • 样品用量过少。建议按照说明书推荐量进行提取。
    
  • 样品材料质量不好。尽量选用新鲜组织样品，样品采集后应液氮速冻，然后置于-80℃保存，建议尽快提取，避免反复冻融。
• 后期实验受RNA影响？
  
  • 未加入RNase A消化。若后续实验需要去除RNA影响，可按照说明书步骤加入RNase A消化。
    
  • 样品中RNA含量过多。可适当增加RNase A用量或延长消化时间。